土拨鼠肝炎病毒转基因小鼠模型的建立

ai14转基因小鼠原理AI14转基因小鼠是一种常用的转基因模型，被广泛应用于生物医学研究领域。

它的原理是通过基因工程技术将外源基因导入小鼠的基因组中，从而使小鼠表达人类或其他物种的特定基因。

通过对AI14转基因小鼠的研究，科学家们可以深入探究与这些特定基因相关的生理和病理过程，为人类疾病的预防和治疗提供重要的基础。

AI14转基因小鼠的制备过程基本分为以下几个步骤：1. 选择目标基因：科学家们首先需要确定他们想要研究的特定基因，这通常是与某种生理过程或疾病相关的基因。

选择目标基因的确定是研究的关键，它直接决定了后续实验的方向和结果。

2. 构建转基因载体：转基因载体是将目标基因导入小鼠基因组的工具。

科学家们通常使用质粒或病毒载体来构建转基因载体，其中包含了目标基因的DNA序列以及一些调控元件，如启动子、终止子和增强子等。

这些调控元件可以确保目标基因在适当的组织和时间点表达。

3. 转基因小鼠的制备：一旦构建好转基因载体，科学家们就可以将其导入小鼠的基因组中。

目前常用的方法是通过胚胎干细胞技术或直接注射载体DNA进入受精卵。

这些转基因载体会在小鼠的细胞中随着细胞分裂被复制，并最终导入小鼠的生殖细胞中。

4. 筛选和鉴定转基因小鼠：为了确定哪些小鼠成功地导入了目标基因，科学家们通常会对小鼠进行筛选和鉴定。

这包括对小鼠的DNA 进行PCR分析、Southern印迹等实验技术，以确定目标基因是否成功导入小鼠的基因组中。

5. 遗传稳定性的维持：一旦获得了目标基因转基因小鼠株系，科学家们需要确保这些转基因小鼠的遗传稳定性。

为此，他们通常会进行多代交配，并对后代进行基因型分析，以确保目标基因的稳定遗传。

通过AI14转基因小鼠模型的研究，科学家们可以深入研究特定基因在生理和病理过程中的作用。

例如，他们可以观察和分析目标基因在小鼠身上的表达模式以及对生理功能的影响，进而揭示该基因的功能机制。

此外，科学家们还可以利用AI14转基因小鼠模型来研究某些疾病的发生机制，寻找潜在的治疗靶点，并评估新药物的疗效。

人源化小鼠模型怎么建立？其实人源化小鼠是一个比较大的概念。

我们用小鼠作为模型来研究人类疾病，一直以来面临的一个问题，就是如何让基于小鼠的研究更能反映人的实际情况——人源化小鼠实际上是在解决这个问题。

给小鼠引进人源的基因、细胞、组织甚至肠道微生物，这一类小鼠模型就统称为人源化小鼠。

因为小鼠有自己的免疫系统，所以首先要构建一个免疫缺陷的小鼠，即没有鼠源的免疫系统，然后把人的免疫系统放进入小鼠体内。

为了使小鼠的免疫系统缺陷，常用突变Prkdc、iL2rgamma、Rag1/2等基因。

这些基因某一个或者几个联合缺陷，可以导致小鼠免疫系统发育水平降到很低，并且能很好的容纳人的免疫系统。

这是第一步，那么怎么把人的免疫系统植入小鼠体内呢?目前免疫系统人源化小鼠主要有两种，一种是PBMC，一种是HSC。

另外，一个比较大的问题是免疫排斥，这导致了构建的模型的稳定存在。

当然环境不同，根据所需研究的细胞类型选择人源化模型也不同。

HSC 人源化模型:研究窗口期长达一年，支持细胞类型更为丰富PBMC人源化模型:研究窗口期短，以T细胞反应为主;模型构建方便适合于CRS安全评估等周期简短的实验。

人源化小鼠的应用那么，说了这么多，这类模型目前主要的应用场景是什么?它能够帮助大家去解决哪些以前难以解决的问题呢?从本质上来讲，这类模型其实是为我们提供了一个可以在体内去研究人的免疫反应的平台，在感染与肿瘤免疫类疾病等方向应用比较多。

比如说埃博拉病毒的研究。

埃博拉病毒研究很受限的一点就是没有小动物模型可以去重建感染的过程——实验室小鼠对人埃博拉病毒是耐受的，只能感染经过驯化的鼠埃博拉;免疫缺陷鼠可以感染埃博拉，但是因为它没有正常的免疫功能，而埃博拉感染引起的出血热实际上很大一部分来自于免疫系统对感染的反应，所以免疫缺陷鼠并不能重现埃博拉感染的临床症状。

而在免疫系统人源化的NSG-A2小鼠中，埃博拉病毒则建立感染，并且重现多个病理学特征，包括肝脏损伤、出血以及死亡等，是重要的体内研究工具。

慢病毒载体的构建及其应用于转基因动物的研究进展孙克宁;朱化彬;林峰;王栋;郝海生;杜卫华;赵学明【摘要】为提高慢病毒载体构建水平,提高转基因整体效率,作者综述了慢病毒载体结构及围绕改善生物安全性、提高目标基因装载量、扩大宿主范围而进行的慢病毒载体改造研究发展历程,指出新型慢病毒载体去除了病毒所有辅助基因,引入了外源调控序列,替换了包膜蛋白,大大提高了慢病毒载体的安全性、基因转移效率和表达效率,使宿主细胞类型更广范,而下游表达载体转染方法的研究又为转基因方法的集成与优化奠定了基础.慢病毒载体制备与多种转基因技术的优化集成,将有助于发展简便、高效、经济的转基因新技术,提高转基因技术的整体水平.【期刊名称】《中国畜牧兽医》【年(卷),期】2010(037)008【总页数】5页(P116-120)【关键词】转基因;慢病毒载体;载体构建策略【作者】孙克宁;朱化彬;林峰;王栋;郝海生;杜卫华;赵学明【作者单位】中国农业科学院北京畜牧兽医研究所,北京,100193;河南农业大学牧医工程学院,郑州,450002;中国农业科学院北京畜牧兽医研究所,北京,100193;河南农业大学牧医工程学院,郑州,450002;中国农业科学院北京畜牧兽医研究所,北京,100193;中国农业科学院北京畜牧兽医研究所,北京,100193;中国农业科学院北京畜牧兽医研究所,北京,100193;中国农业科学院北京畜牧兽医研究所,北京,100193【正文语种】中文【中图分类】S813.3转基因技术使人类根据主观意愿定向改变生物体的性状表型成为可能,而载体种类和质量直接关系到后续转基因的效率,所以表达载体构建成为转基因研究的关键环节之一。

相比较而言,质粒载体、噬菌体DNA载体和人工染色体载体需要借助于昂贵的显微操作仪,并因极低的整合率影响了转基因的效率。

转座子载体虽有较好的应用前景并大量应用于低等动物转基因,但由于受构建哺乳动物高效转座子技术瓶颈的限制,近期内很难在高等动物中取得进展。

肿瘤小鼠造模方法肿瘤小鼠模型是研究肿瘤发展、治疗和预防的重要工具。

通过模拟人类肿瘤的形成和发展过程，可以更好地了解肿瘤的病理生理特征，并为肿瘤的早期诊断和治疗提供有益的信息。

下面我们将介绍几种常用的肿瘤小鼠造模方法。

1. 异种移植模型异种移植模型是最常用的肿瘤小鼠模型。

它通过将人类肿瘤细胞或肿瘤组织移植到小鼠体内形成肿瘤。

该方法可以用于研究肿瘤的生长、转移、侵袭和药物敏感性等方面。

在异种移植模型中，首先需要获取人类肿瘤细胞或肿瘤组织样本。

常用的来源包括人类肿瘤细胞株、肿瘤切片、肿瘤移植瘤等。

然后，将这些样本注射到小鼠体内，通常是通过皮下注射、腹腔注射或静脉注射的方式。

注射后，观察肿瘤的生长情况，定期测量肿瘤体积，并进行影像学检测以评估肿瘤的进展和治疗效果。

2. 转基因小鼠模型转基因小鼠模型是通过改变小鼠基因组中的特定基因，使其表达或缺失某种特定基因，从而模拟人类特定基因异常引起的肿瘤。

这种模型常用于研究特定基因对肿瘤发生和发展的影响。

转基因小鼠模型的制备通常分为两个步骤：基因敲除和基因敲入。

基因敲除是指将目标基因从小鼠基因组中彻底删除，而基因敲入是指将目标基因导入小鼠基因组中，使其表达或缺失。

基因敲除通常采用胚胎干细胞技术。

首先，通过体外培养的方法获得小鼠胚胎干细胞，然后，通过基因编辑技术，将目标基因从胚胎干细胞基因组中删除。

最后，将这些基因敲除的胚胎干细胞注入到小鼠的早期胚胎中，使其发育成为具有目标基因敲除的小鼠。

基因敲入通常采用质粒转染、病毒载体转染或基因修复等方法。

通过以上方法，将目标基因导入小鼠的基因组中，使其表达或缺失。

这种模型的制备过程比较复杂，需要专业的实验条件和技术支持。

3. 化学诱导模型化学诱导模型是通过给予小鼠特定的诱癌物，如化学物质或药物，来诱发肿瘤的形成。

这种模型可以模拟某些环境因素或生理机制与肿瘤发生的关系。

在化学诱导模型中，首先选择合适的诱癌物，如DMBA（二甲基苯并[a]芘）、DEN（二乙胺）等。

转基因小鼠原理
转基因小鼠是通过将外源基因导入小鼠的基因组中，使其具备某种特定的基因表达或功能。

下面将介绍转基因小鼠的原理。

转基因小鼠的制备主要包括以下步骤：
1. 外源基因的选择：根据研究的需要，选择具有特定表达或功能的外源基因。

这些基因可以来自于同一物种的其他个体，也可以来自于不同物种。

外源基因通常与标记基因（如荧光蛋白）连在一起，以便在小鼠体内进行检测或追踪。

2. 载体构建：将外源基因插入到合适的载体中。

这个载体通常是一个环状DNA，能够在细菌中进行复制。

载体还包括选择
性标记基因，用于筛选带有外源基因的细菌。

3. 载体的导入：将构建好的载体导入到干细胞中。

这一步通常通过细菌转化或化学方法实现。

被导入的载体被融合到小鼠的染色体中，成为其基因组的一部分。

4. 选代与筛选：经过导入外源基因的干细胞进一步进行培养和筛选，确保外源基因被稳定地遗传给后代。

5. 建立转基因小鼠系：通过转基因小鼠的选择性繁殖，建立稳定的转基因小鼠系。

这些小鼠在其体细胞中都带有外源基因。

通过以上步骤，转基因小鼠就能够被制备出来。

这些小鼠可以被用于研究基因与某种生理或疾病相关的功能和表达。

转基因
小鼠的制备对于科学研究、药物开发和疾病治疗等领域具有重要意义。

转基因小鼠的制备流程图
1974年，Rudolf Jaenisch通过将SV40 病毒的DNA注射到小鼠的囊胚中，创造了第一只携带外源基因的小鼠。

后来又有研究人员把Murine leukemia病毒注射到小鼠胚胎得到了能通过生殖系统稳定遗传的小鼠，并且外源基因能在后代中稳定表达。

这些能稳定遗传且表达外源基因的小鼠即我们一般意义上所说的转基因小鼠。

转基因小鼠的制备方法
“转基因小鼠的制备技术主要有两类，DNA原核显微注射法和胚胎干细胞囊胚显微注射法。

DNA原核显微注射法通过显微操作仪将外源基因直接注入受精卵,使外源基因整合到DNA中,发育成转基因动物。

转基因小鼠的制备流程图。

基因编辑小鼠模型构建方法基因编辑小鼠模型是一种通过基因编辑技术改变小鼠基因组的方法，以研究基因在生物体发育、生理和疾病过程中的功能和机制。

下面是关于基因编辑小鼠模型构建方法的十条详细描述：1. 胚胎干细胞（ES细胞）导入方法：将经过基因编辑的ES细胞注射到小鼠早期胚胎中，使其发育成含有编辑基因的小鼠体。

2. 胚胎干细胞（ES细胞）体外培养方法：将小鼠胚胎中的干细胞分离出来，进行基因编辑后体外培养并转移到小鼠胚胎中，培育出基因编辑小鼠。

3. 基因敲除方法：使用CRISPR/Cas9等基因编辑工具，设计合适的寡核苷酸序列并导入小鼠胚胎，通过切割和删除目标基因，实现基因敲除。

4. 基因突变方法：通过CRISPR/Cas9等基因编辑工具，直接在小鼠基因中引入点突变或插入突变，使其产生突变株。

5. 转基因方法：将外源基因导入小鼠胚胎细胞，并使其嵌入细胞基因组，从而使小鼠表达外源基因。

6. 基因表达调控方法：通过CRISPR/Cas9等基因编辑工具，设计合适的寡核苷酸序列并导入小鼠胚胎细胞，以实现对基因的过表达或下调。

7. 基因标记方法：使用CRISPR/Cas9等基因编辑工具，在小鼠基因中插入标记基因，如荧光蛋白，以便对基因表达进行可视化和追踪。

8. 基因互补方法：通过CRISPR/Cas9等基因编辑工具，将外源基因导入小鼠胚胎细胞，使其与已有基因相互补充或修复，从而恢复基因功能。

9. 基因组工程方法：通过CRISPR/Cas9等基因编辑工具，在小鼠基因组中引入大片段DNA，如全基因组范围的基因敲除、替换或插入。

10. 利用转基因碰撞方法：将两个具有特定基因敲除或表达的小鼠品系交配，使它们的后代同时具有两个基因的敲除或表达，从而模拟一种基因缺失或改变的状态。

这些方法都是对基因编辑小鼠模型构建过程中常用的技术手段，能够有效地改变小鼠基因组，从而研究基因功能和机制。

但是在实际应用过程中需要注意合理选择方法，并根据具体的研究目的进行优化和改进。

转基因动物模型的制作步骤及方法
(1)复制方法主要采用转基因技术建立该模型。

(2)模型特点目前已制备成功的PD遗传模型主要有α-synuclein转基因小鼠和转基因果蝇。

高表达人类α- synuclein的转基因小鼠具有PD的部分特征，如纹状体DA神经末梢丢失，在胞浆有α-synuclein 和ubiquitin阳性的包涵体形成，运动功能障碍。

这些转基因小鼠包涵体与人类Lewy小体有差别，主要表现在缺乏纤维样结构特征。

有时在细胞核内也可见到包涵体，这与人类PD明显不同。

一些转基因小鼠只有包涵体形成和运动功能障碍但无DA能神经元变性，这些小鼠脑干运动神经元病变更明显。

还有一个现象是野生型与突变型转基因小鼠病理改变基本一样。

α- synuclein转基因果蝇具备PD的一些重要特征，包括DA能神经元缺失，神经细胞内包涵体形成，运动功能障碍等。

由于果蝇的遗传规律研究较透彻加上寿命较短，这一模型对了解某些新蛋白在PD发病机制中的作用有重要价值。

(3)比较医学多数PD为散发，遗传因素不起主要作用。

在PD人群中家族性PD占少数的病例，其遗传因素起关键作用，目前至少已发现两个家族性PD致病基因，包括α-synuclein和Park in。

可表达与PD发病有关的野生或突变基因的转基因动物，可作为PD遗传模型，用于相关致病基因的致病机制、环境因素与遗传因素的相互作用等方面的研究。

肝癌转基因小鼠模型研究进展HBV感染动物模型的发展对理解病毒复制、疾病发病机理，尤其是对鉴定HBV感染治疗的候选药物是很重要的。

下面是小编搜集整理的相关内容的论文，欢迎大家阅读参考。

摘要：肝细胞癌是全球范围内的恶性肿瘤，由于其进展迅速、易于复发转移，早期诊断和有效治疗一直是临床难题，对于肝癌的发病机制也亟待进一步阐明。

利用基因工程手段构建的肝癌转基因小鼠模型，为肝癌发病机制研究和药物筛选提供了宝贵的研究材料。

结合经典研究与近年进展，对常用肝癌转基因小鼠模型的构建方法、模型特点、特别是应用研究状况进行了分类介绍，并展望了未来发展的方向。

关键词：肝细胞癌;转基因;小鼠模型引言：1.肝细胞癌(Hepatocellularcarcinoma，HCC)是一种致死率很高的恶性肿瘤，2012年全球范围内发病率位居肿瘤第五位，死亡率高居肿瘤第二位[1]。

严峻的临床诊治形势对HCC发生及转移机制研究提出迫切需求，HCC相关机制的深入阐释对HCC早期诊断、药靶研发及治疗预后具有重要意义。

但HCC致病因素多，病程复杂，涉及通路广，因此研究难度较大，其发生发展机制目前尚不完全清楚。

2.动物模型作为重要的研究手段，在HCC发生发展机制研究中发挥了不可或缺的作用。

化学诱导、原位异位移植及转基因等方法在目前HCC动物模型构建中较为常用。

转基因动物模型与其他常用HCC动物模型相比，在研究特殊基因在HCC发生过程中的作用或不同基因间的相互作用，以及与肝脏特异性致癌物之间的关系中具有独特优势，迅速成为新的研究热点。

本文将对近年来常用的HCC转基因小鼠模型进行分类介绍，并对其在HCC相关机制研究及药物筛选中的应用进行综述，旨为相关领域研究者提供参考。

一、HCC转基因动物模型概况转基因动物模型是通过基因工程方法导入或敲除动物体内特定基因，从而影响动物性状表达并产生稳定遗传修饰的动物模型。

1982年，Gordon等[2]首次利用显微注射法成功构建转基因小鼠，此后转基因动物模型得到快速发展和广泛应用。

全人源抗体转基因小鼠构建技术原理全人源抗体转基因小鼠技术之所以诞生以来一直官司缠身，主要原因是技术体系和方法有限。

将小鼠的内源免疫球蛋白基因失活，有以下几种不同的策略：策略1将鼠免疫球蛋白基因重链和轻链的J区敲除，该策略的原理是通过阻断VDJ重排过程，阻止小鼠内源性抗体生成，如HuMAb和Xenomouse。

策略2将小鼠免疫球蛋白基因重链VDJ区倒置，扰乱顺式作用元件与编码区的调控作用，阻止小鼠内源性抗体生成，但是小鼠内源V、D、J区仍然存在，如Kymouse.策略3在小鼠免疫球蛋白基因上游的调控区插入转录终止元件stop cassette，关闭基因转录，阻止小鼠内源性抗体生成，但是小鼠内源V、D、J区仍然存在，如OminiRat/Mouse、 H2L2 Tg Mice。

策略4将小鼠免疫球蛋白基因重链V、D、J，轻链V、J区全部敲除，是最彻底的阻断鼠源抗体生成的策略，完全避免了鼠源抗体基因表达泄露、灭活不充分的风险，如Veloclmmune mouse。

将人源免疫球蛋白基因导入小鼠基因组则更难，如果基因导入的技术策略相似，导入的人源抗体基因的序列和敲入位点也基本相似，则很容易产生专利纠纷。

为了使导入小鼠基因组的人免疫球蛋白基因正常表达，各公司基本采用了将人源基因在C区上游定点敲入、或将小鼠的同源基因原位替换的策略，以保证基因表达调控不受影响。

然而人免疫球蛋白基因相当庞大，IGH 约2Mb，IGK 约2Mb，IGλ约1Mb，无论是采用同源重组还是位点特异性重组，都受到重组载体容量的限制。

大多数公司采用的基因导入载体是BAC/YAC，BAC 的容量在100kb，YAC的容量在1Mb，如果采用同源重组基因敲入策略，每个重组载体两端还要保留足够长的同源序列，想要将全部人免疫球蛋白基因导入小鼠基因组，就成为一项极限挑战！目前该记录的保持者是Regeneration通过9次基因打靶导入大约1.0Mb人IGH，其中包含了绝大多数的80个VH区，和几乎全部的DH和JH区。

小鼠人源化模型的建立及其应用近年来，疾病研究领域的新突破源源不断，而其中小鼠人源化模型的建立和应用更是备受关注，成为当前研究的重要方向。

本文将简要介绍小鼠人源化模型的建立方法及其应用，以期为相关科研人员提供帮助。

一、小鼠人源化模型的建立方法人体疾病的研究中，经常需要研究许多保护机制、生化通路和药物效果等重要的生理过程。

而小鼠人源化模型的建立方法主要分为以下两种。

1、转基因小鼠转基因小鼠即通过外源性基因转移技术，将人类基因植入小鼠的基因组中，使其具有与人体相似的生理功能和代谢途径。

这种方法可以实现体内药效评价，例如癌症药物的耐受性测定。

2、人源化小鼠人源化小鼠是将人体的组织和细胞植入到小鼠体内，从而实现人体功能的模拟。

这种方法可以有效模拟肝、胰岛、中枢神经系统等人体组织和器官，用于药物毒理学和人体生理学研究中。

二、小鼠人源化模型的应用1、药物筛选小鼠人源化模型可用于新药物的筛选，通过比较小鼠人源化模型与人体组织的相似度，使药物的疗效得到更客观的评估。

不仅能够预测药物的药效，还可以预测药物的毒性，避免药物的不良反应。

2、疾病研究小鼠人源化模型可以模拟大部分人类疾病，例如肿瘤、血液病、感染病等。

通过对小鼠人源化模型的研究，可以更好地理解疾病的发病机制并寻求新的治疗方法。

3、再生医学小鼠人源化模型可以应用于再生医学的研究，如实现胰岛细胞的移植、肝细胞的再生等。

通过小鼠人源化模型的建立，可以更好地探究人体的再生机制，有望为再生医学的发展提供新的思路和方法。

4、医学教育小鼠人源化模型可以用于医学教育中，帮助医学生更好地理解疾病的发病机制和药物治疗的实践。

通过模拟人体生理状况，医学生可以更好地理解并应用相关医学知识。

三、小鼠人源化模型的局限性小鼠人源化模型具有许多优点，但其中也存在一些局限性。

例如，在转基因小鼠中，不同基因的作用和相互作用需要进一步研究。

在人源化小鼠中，人体组织在小鼠体内的存活时间和制备难度也是局限性之一。

人源化小鼠构建方法及应用人源化小鼠是指将人类基因或组织移植或置入小鼠中，使其具有人类的某些特性或功能。

目前，人源化小鼠主要包括两种方法：转基因小鼠和异种移植小鼠。

这些方法在医学研究中具有广泛的应用，如研究人类疾病机制、药物筛选、组织移植等方面。

转基因小鼠是通过将人类基因导入小鼠的遗传背景中，使小鼠体内表达人类基因。

这可以通过不同的方法实现，比如使用逆转录酶来制备转基因载体，然后将其导入小鼠胚胎干细胞中，使其成为转基因小鼠的一部分。

此外，还可以使用CRISPR/Cas9等基因编辑技术，直接对小鼠基因组进行编辑，以达到引入人类基因的目的。

通过转基因技术，可以研究人类基因在小鼠中的表达、功能以及相关疾病的发生机制。

例如，科学家可以通过将人类脑部相关基因导入小鼠中，研究神经发育、认知功能等方面的问题。

异种移植小鼠是将人类组织或细胞移植到小鼠体内，使其具有人类组织的特性。

这可以通过将人类的干细胞或器官移植到小鼠体内，再使其发育成熟。

例如，通过将人类胰岛细胞移植到小鼠体内，可以研究胰岛素的产生及调节机制，这对于糖尿病治疗具有重要意义。

此外，还可以将人类癌细胞移植到小鼠体内，用于研究肿瘤发生、生长机制以及药物疗效的评估。

人源化小鼠在医学研究中具有广泛的应用。

首先，在研究人类疾病机制方面，通过引入人类基因或组织，可以更好地模拟人类体内的生理和病理过程。

例如，通过转基因技术引入与阿尔茨海默病相关的人类基因，可以模拟该疾病发生的机制，从而更好地研究该病的预防和治疗。

其次，在药物筛选方面，人源化小鼠可以用于评估新药的疗效和毒副作用。

通过将人类基因或细胞引入小鼠体内，可以更准确地评估药物在人类中的药效和安全性。

此外，人源化小鼠还可以用于研究器官移植和再生医学。

通过将人类干细胞移植到小鼠体内，可以研究干细胞的分化和发育过程，从而为再生医学的研究和临床应用提供基础。

然而，人源化小鼠也存在一些问题和限制。

首先，转基因小鼠与人类的差异可能会导致研究结果的偏差。

!()*+!ＨＢＶ感染的动物模型研究进展杨炜峰，苗振川，宋希军，尹　明北京维通达生物技术有限公司，北京１０００１２摘要：理想的ＨＢＶ临床前动物模型，其肝细胞应包括允许ＨＢＶ进入、ｃｃｃＤＮＡ形成和与之相互作用的先天性及获得性免疫系统。

由于ＨＢＶ严格的种属特异性，自然只感染人类和黑猩猩，至今还没有建立一个有效的模型，能够真实地再现ＨＢＶ感染的免疫和发病机制。

综述了目前常用的五种小鼠模型：ＨＢＶ转基因模型、高压水动力注射模型、ＡＡＶ－ＨＢＶ转染模型、ｃｃｃＤＮＡ替代模型和人鼠嵌合肝脏模型。

展望了未来可能出现的模型，比如ｈＮＴＣＰ转基因的食蟹猴、恒河猴和猪等模型等。

以期为研究人员选择这些模型提供参照，加快药筛进程、验证新疗法和更好解决ＨＢＶ生物学发病机制等方面的问题。

关键词：乙型肝炎病毒；疾病模型，动物；小鼠中图分类号：Ｒ５１２．６２ 文献标志码：Ａ 文章编号：１００１－５２５６（２０２１）０５－０９９９－０７ＲｅｓｅａｒｃｈａｄｖａｎｃｅｓｉｎａｎｉｍａｌｍｏｄｅｌｓｏｆｈｅｐａｔｉｔｉｓＢｖｉｒｕｓｉｎｆｅｃｔｉｏｎＹＡＮＧＷｅｉｆｅｎｇ，ＭＩＡＯＺｈｅｎｃｈｕａｎ，ＳＯＮＧＸｉｊｕｎ，ＹＩＮＭｉｎｇ．（ＢｅｉｊｉｎｇＶｉｔａｌｓｔａｒＢｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙＣｏ．Ｌｔｄ．，Ｂｅｉｊｉｎｇ１０００１２，Ｃｈｉｎａ）Ａｂｓｔｒａｃｔ：ＦｏｒｔｈｅｉｄｅａｌｐｒｅｃｌｉｎｉｃａｌａｎｉｍａｌｍｏｄｅｌｏｆｈｅｐａｔｉｔｉｓＢｖｉｒｕｓ（ＨＢＶ），ｉｔｓｈｅｐａｔｏｃｙｔｅｓｓｈｏｕｌｄａｌｌｏｗＨＢＶｅｎｔｒｙａｎｄｃｃｃＤＮＡｇｅｎｅｒａ ｔｉｏｎａｎｄｈａｖｅｂｏｔｈｉｎｎａｔｅａｎｄａｄａｐｔｉｖｅｉｍｍｕｎｅｓｙｓｔｅｍｓ．Ｈｏｗｅｖｅｒ，ＨＢＶｏｎｌｙｎａｔｕｒａｌｌｙｉｎｆｅｃｔｓｈｕｍａｎｓａｎｄｃｈｉｍｐａｎｚｅｅｓｄｕｅｔｏｈｉｇｈｌｙｒｅ ｓｔｒｉｃｔｅｄｓｐｅｃｉｅｓｓｐｅｃｉｆｉｃｉｔｙ，ａｎｄｎｏｅｆｆｅｃｔｉｖｅｍｏｄｅｌｈａｓｂｅｅｎｅｓｔａｂｌｉｓｈｅｄｓｏｆａｒｔｏｔｒｕｌｙｒｅｆｌｅｃｔｔｈｅｉｍｍｕｎｅｍｅｃｈａｎｉｓｍａｎｄｐａｔｈｏｇｅｎｅｓｉｓｏｆＨＢＶｉｎｆｅｃｔｉｏｎ．Ｔｈｉｓａｒｔｉｃｌｅｒｅｖｉｅｗｓｆｉｖｅｃｏｍｍｏｎｌｙｕｓｅｄｍｏｕｓｅｍｏｄｅｌｓ，ｉ．ｅ．，ＨＢＶｔｒａｎｓｇｅｎｉｃｍｏｄｅｌ，ＨＢＶｐｌａｓｍｉｄＤＮＡｈｙｄｒｏｄｙｎａｍｉｃｉｎ ｊｅｃｔｉｏｎｍｏｄｅｌ，ＡＡＶ－ＨＢＶｔｒａｎｓｆｅｃｔｉｏｎｍｏｄｅｌ，ｃｃｃＤＮＡｓｕｒｒｏｇａｔｅｍｏｄｅｌ，ａｎｄｈｕｍａｎ－ｍｏｕｓｅｃｈｉｍｅｒｉｃｌｉｖｅｒｍｏｄｅｌ，ａｎｄｌｏｏｋｓｆｏｒｗａｒｄｔｏｔｈｅｎｅｗｍｏｄｅｌｓｔｈａｔｗｉｌｌａｐｐｅａｒｉｎｔｈｅｆｕｔｕｒｅ，ｓｕｃｈａｓｈＮＴＣＰｔｒａｎｓｇｅｎｉｃｃｙｎｏｍｏｌｇｕｓｍｏｎｋｅｙ，ｒｈｅｓｕｓｍｏｎｋｅｙ，ｏｒｐｉｇｍｏｄｅｌｓ，ｓｏａｓｔｏｐｒｏｖｉｄｅａｒｅｆｅｒｅｎｃｅｆｏｒｒｅｓｅａｒｃｈｅｒｓｔｏｓｅｌｅｃｔｔｈｅｓｅｍｏｄｅｌｓ，ａｃｃｅｌｅｒａｔｅｔｈｅｐｒｏｃｅｓｓｏｆｄｒｕｇｓｃｒｅｅｎｉｎｇ，ｖａｌｉｄａｔｅｎｅｗｔｈｅｒａｐｉｅｓ，ａｎｄｂｅｔｔｅｒｓｏｌｖｅｔｈｅｐｒｏｂ ｌｅｍｓｏｆＨＢＶｂｉｏｌｏｇｉｃａｌｐａｔｈｏｇｅｎｅｓｉｓ．Ｋｅｙｗｏｒｄｓ：ＨｅｐａｔｉｔｉｓＢＶｉｒｕｓ；ＤｉｓｅａｓｅＭｏｄｅｌｓ，Ａｎｉｍａｌ；ＭｉｃｅＤＯＩ：１０．３９６９／ｊ．ｉｓｓｎ．１００１－５２５６．２０２１．０５．００２收稿日期：２０２１－０２－２６；修回日期：２０２１－０２－２６作者简介：杨炜峰（１９７７—），博士，主要从事大鼠、小鼠模型的研发工作通信作者：尹明，ｙｉｎｍｉｎｇ＠ｖｉｔａｌ－ｂｊ．ｃｏｍ ＨＢＶ是一种嗜肝的ＤＮＡ病毒，会引起人类急性或慢性肝炎。

小鼠模型的构建1.基因打靶小鼠2.条件敲除小鼠条件性基因敲除小鼠是通过基因打靶，把两个loxP 位点放到目的基因一个或几个重要的外显子的两边。

该小鼠和表达Cre酶小鼠杂交之前，其目的基因表达完全正常。

当和组织特异性表达Cre酶的小鼠进行杂交后，可以在特定的组织或细胞中敲除该基因，而该基因在其他组织或细胞表达正常。

条件性基因敲除鼠适用范围为：（1）该基因有胚胎致死性；（2）用于研究该基因在特定的组织或细胞中的生理病理功能。

条件性基因敲除小鼠的设计利用了Cre/LoxP或Flipe/Frt原理。

它们都是位点特异性重组酶系统。

这里以Cre/LoxP系统为例。

比如在待敲除的一段目标DNA序列的两端各放置一个loxP序列，得到flox(flanked by loxP)小鼠。

将flox小鼠与带有细胞特异性表达Cre的小鼠交配繁殖，以获得在特定细胞里把目标基因敲除掉的小鼠，即条件性基因敲除小鼠。

此外，若与控制Cre表达的其他诱导系统(比如CreERT2)相结合，还可以对某一基因同时实现时空两方面的调控。

Cre/loxP系统来源于噬菌体，可以介导位点特异的DNA重组。

该系统含有两个组成成分：一个是一段长34bp的DNA序列(LoxP序列)，含有两个13 bp的反向重复序列和一个8 bp的核心序列。

LoxP 的方向由中间这8个碱基决定。

这段LoxP序列是Cre重组酶识别的位点。

令一个组成部分是Cre重组酶。

它是由噬菌体编码的一种由343个氨基酸组成的蛋白。

Cre可以介导两个LoxP位点的重组，从而引起两个LoxP之间DNA序列的缺失。

如果将Cre重组酶cDNA通过基因工程的手段置于组织或细胞特异性启动子之下，可以得到Cre组织/细胞特异性表达的Cre小鼠，也叫Cre工具小鼠。

跟Flox小鼠交配之后，可以得到条件性基因敲除小鼠。

所谓Flox小鼠是指在某个基因的某个外显子两侧各放一个LoxP序列。

这段序列就是Flanked by LoxP，也就叫做Flox小鼠。

简易高效的小鼠肝再生模型的建立汤莉;杨超;尹蕾;边富宁;王晓璐;高智勇;王爱国【摘要】目的建立一种简易、高效的小鼠2/3肝切除方法.方法取3月龄健康昆明小鼠,进行肝顺次结扎切除手术,观察术后小鼠生存和肝组织再生状况.结果通过顺次结扎切除左小叶和中央小叶,可在15 min内完成小鼠2/3肝脏切除手术,术后成活率为90%,术后42 h时可见肝组织再生,术后7 d肝脏可恢复75%以上的肝组织原质量.结论通过分叶顺次肝切除术,可准确量化肝脏切除的程度,简便易行、成功率高,为肝再生的机理研究提供了理想的动物模璎.【期刊名称】《四川动物》【年(卷),期】2012(031)001【总页数】5页(P132-134,138,封3)【关键词】小鼠;肝再生动物模型;肝2/3切除术【作者】汤莉;杨超;尹蕾;边富宁;王晓璐;高智勇;王爱国【作者单位】大连大学医学院,辽宁大连116622;大连大学医学院,辽宁大连116622;大连大学医学院,辽宁大连116622;大连大学医学院,辽宁大连116622;大连大学医学院,辽宁大连116622;大连大学医学院,辽宁大连116622;大连医科大学实验动物中心,辽宁大连116044【正文语种】中文【中图分类】Q959.837;Q95-33肝再生模型是肝器官重建、细胞增殖、肝肿瘤发生和预防等研究的最佳模型。

随着基因工程(转基因和基因敲除)小鼠的大量研制和在科研中的广泛应用，小鼠作为生命科学的主要动物模型越来越受到重视。

利用基因工程小鼠进行肝再生的机理研究具有重要的意义。

目前小鼠肝再生模型的研究基本上借用大鼠肝再生模型的技术方法，并且各实验室小鼠肝再生模型不仅制作复杂，而且方法也各不相同，导致了各实验室结果间存在相当大的差异，影响了肝细胞增殖和组织再生机制的深入研究和交流。

本实验以Mitchell和Holger(2008)描述的实验方法为基础，通过改进优化，建立了操作简单、可控性强、重复性高的小鼠2/3肝切除技术，为肝再生机制的深入研究提供了高效的肝再生模型。

转基因老鼠原理转基因老鼠是通过基因工程技术将外源基因导入老鼠的基因组中，使其具备新的特性或功能。

转基因技术的发展为研究人员提供了一种有效的方法来研究和理解人类疾病的发生机制以及新药物和治疗方法的开发。

转基因技术概述转基因技术是通过改变生物体的遗传信息来实现特定目标的一种方法。

在转基因过程中，外源DNA片段被导入到目标生物体的染色体中，并且这些外源DNA片段会在细胞分裂和遗传传递过程中被稳定地保留下来。

转基因技术主要包括以下几个步骤：1.选择目标基因：根据需要，选择与所要研究或改变特性相关的目标基因。

2.构建载体：将目标基因插入一个载体中，常用的载体有质粒、病毒等。

3.转染：将构建好的载体导入到细胞中，使其能够被细胞摄取。

4.筛选与识别：通过筛选和识别，找出成功导入目标基因的细胞。

5.产生转基因生物：将成功导入目标基因的细胞培养繁殖，最终产生具有目标基因的转基因生物。

转基因老鼠的制备转基因老鼠是通过将外源基因导入到老鼠的基因组中而制备出来的。

下面是制备转基因老鼠的一般步骤：1.选择目标基因：根据研究需求，选择与所要研究特性相关的目标基因。

例如，如果想研究某种人类疾病，在转基因老鼠中可以选择与该疾病相关的人类基因作为目标基因。

2.构建载体：将目标基因插入一个载体中，常用的载体有质粒、病毒等。

这个载体通常包含了一些辅助元件，如启动子、终止子和选择性抗生素抗性等，以确保外源基因在转染后能够在转基因老鼠中正常表达。

3.转染：将构建好的载体导入到受精卵或早期胚胎干细胞中。

这一步可以通过多种方法实现，如微注射、电穿孔等。

转染后，外源基因会被随机地整合到受精卵或胚胎干细胞的基因组中。

4.培养和筛选：将转染后的受精卵或胚胎干细胞培养起来，并在培养基中添加适当的选择性抗生素。

只有成功导入目标基因的细胞才能存活下来并继续生长。

5.种系建立：选择成功导入目标基因的细胞，将其移植到母体老鼠的子宫内。

经过妊娠期后，转基因老鼠会出生并成长为新一代转基因动物。

CRISPRCas9技术构建小鼠模型CRISPR小鼠实验随着CRISPR在2013年的出现，一切都发生了变化（Cong et al., 2013）！Haoyi第一次接触CRISPR是在他使用这项新技术设计小鼠模型时（Wang et al., 2013, Y ang etal., 2013）。

和其他人一样，Wenning也着迷于CRISPR，并马上加以应用。

他发现在实验中有75%的老鼠显示出了突变！本来很困难的实验居然一次成功了，这是不可思议的，但是也体现了CRISPR技术的“简单易操作”。

后来，他的经历被全世界许多人分享。

最终，这项被命名为CRISPR，以其概念简单，使用简单，性能稳定而被熟知。

在自然环境中，CRISPR-Cas9是细菌和古细菌中的获得性免疫系统。

它已被重新用于真核生物的基因组编辑，使用最广泛的CRISPR基因组编辑系统来自S. pyogenes。

而Streptococcus aureus中的另一种Cas9在编辑小鼠胚胎方面S. pyogenes的Cas9一样有效，并且由于其更小，所以更具优势（Zhang et al., 2016）。

为了编辑基因组，CRISPR/Cas系统使用了3种成分，一种约125 nt的guideRNA（gRNA）用于指定靶点；一种在靶点位置产生DNA双链断裂（DSB）的Cas9核酸内切酶以及一种供体寡核苷酸或质粒修复模板（用于敲入模型）。

用CRISPR建立小鼠模型的基础为了建立小鼠模型，将gRNA、Cas9和供体寡核苷酸或质粒组分聚集在一起，并显微注射到小鼠受精卵的细胞核或细胞质中。

或者为了避免体外处理胚胎，可以将这些成分电穿孔到怀孕雌鼠的输卵管中，这项技术称为通过输卵管核酸传递或GONAD（Gurumurty et al., 2016）。

当然，AAV也可用作载体，通过注射到卵母细胞或怀孕雌鼠的输卵管中递送CRISPR/Cas9系统（Y oon et al., 2018, Mizuno et al., 2018）。