动物实验中的基本技术和方法

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（二）固定 实验台固定：用特制的长柄铁钳夹住犬的颈
部后，麻醉动物。将麻醉的犬放在实验台上， 再用粗棉带（绳）固定四肢于实验台上。并将 犬舌拉出。此固定方法仰卧位适用于口腔、颈、 胸、腹、四肢等部位的实验，俯卧位适用于脑、 背部位的实验。
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三、实验动物编号与标记方法
（一）染色法： 1、单色涂染法：在每组动物不超过l0只或一个 实验不超过40只的情况下适用。 实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂：3-5％苦味酸溶液，可染成黄色 ②2%硝酸银溶液，涂染成咖啡色（涂后需光 照10min）；③0.5%中性红或品红溶液，涂染 成红色；④煤焦油酒精溶液，涂染成黑色；⑤ 龙胆紫溶液，涂染成紫色
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2、固定板固定：方法与小鼠固定板固定相同， 只是需选择更大一些的固定板。
3、 固定器（盒）固定：方法与小鼠固定器（盒） 固定相同，只是固定器较小鼠的大。同样适用 于大鼠尾静脉注射。
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三、豚鼠
（一）抓取 抓取幼龄豚鼠时，用两手捧起；成熟豚鼠可以
用左手大把抓起。
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注意：
豚鼠性情温和，但胆小易惊，易造 成自伤。抓取时，不能太粗野，更不能抓腰腹部， 在操作过程中，如果豚鼠挣扎，手不要越握越紧， 否则会造成豚鼠呼吸困难，甚至死亡。
0.1
0.3
1
2
5
10
10
40
50
300
15
60
52
四、大鼠的采血
眼眶后静脉丛(窦)取血： 器材： 毛细管(玻璃或塑料均可)、 1％肝素溶液、干燥皿、 乙醚、试管、干棉球。
方法步骤：
1、先将毛细管浸泡在1％肝素溶液中数分 钟，然后取出干燥备用。
2、将大鼠进行麻醉， 使大鼠保持侧卧位。
3、左手拇指、食指抓住两鼠耳之间的颈 部头皮，并轻轻向下压迫颈部两侧，致大 鼠静脉血回流障碍，眼球外突，眶后静脉 丛充血。 4、右手持毛细管由大鼠的内毗部插入结 膜，使毛细管与眶壁平行地向喉头方向推 进，深度约3—5mm 。 5、轻轻旋动毛细管，使其穿破静脉丛， 让血流顺毛细管流出。 采血量：0.4—0.6ml／次。
常用染色剂： (1)3-5％苦味酸溶液，可染成黄色。 ——作为“个”位数。
(2) 0.5%中性红或品红溶液，可染 成红色。——作为“十”位数。
方法步骤：
(1) 用两种颜色同时进行染色标记。 (2) 用苦味酸(黄色)染色标记作为个
位数，个位数的染色标记方法同单 色涂染法。 (3) 用品红(红色)染色标记作为十位 数，
大鼠
>300
8.0
250-300
6.0
200-249
4.0-5.0
100-199
3.0
豚鼠
>300
6.0
.
250-300
4.0-5.0
家兔
>3500
200
2500-3500
150
2000-2400
100
猫
>3000
100-150
2500-3000
50-80
犬
10,000-15,000
200-500
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(4) 右手拿注射器，针尖的斜面朝上，将 针
头从远心端插入血管，放松对静脉近心端 的压迫，回抽有血即可注射，拔针后用棉 球止血。
二.胃肠给药法分为： 自动口服给药 灌胃给药 直肠给药。
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表 常用动物一次灌胃能耐受的最大容积*
动物种类
体重（g）
最大容积
小鼠
>30
1.0
25-30
0.8
20-24
0.5
此法用于观察皮肤血管通透性变化或皮 肤反应。 注射部位：动物背部 脱毛，用针头平直进入皮内，
注射药液后，皮肤表面鼓起小泡，停片 刻拔出针头。
3.肌肉注射给药
原理：将药液注入动物的肌肉组织，经 毛细血管吸收进入血液循环 器材：1ml注射器1支、生理盐水、烧 杯、酒精、碘酒、棉球。 注射部位：一般选择肌肉丰富而无大血管通过的
酒精棉球反复擦拭尾部。
(3) 注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾 两侧，用食指从下面托起尾巴，以无 名指夹住尾巴的末梢。
(4) 右手持4号针头的注射器，使针头与 静脉平行（小于30度角）。
(5) 从鼠尾巴下1／4处进针，仔细观察， 如果无阻力，无白色皮丘出现，说明 已刺入血管，即可注入药物。
(6) 拔出针头后，用干棉球压住注射部位 约l、2min，防止出血。 注射量：小鼠 0.005m1—0.01 m1／g体
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注意： 操作者第一次抓取大鼠时，最好戴防护手套；
不能捉提尾尖，也不能长时间将大鼠悬在空中。
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（二）固定
1、徒手固定：对体重较小的大鼠可用拇指、食指捏 住大鼠耳部及颈部皮肤，余下三指紧捏住背部皮肤， 置于掌心，调整好大鼠在手中的姿势即可进行实验 操作。如：灌胃、腹腔注射、肌肉注射、皮下注射 等实验 。
注意：
家兔温顺，一般不会咬人，但脚爪较锐利，要 防止被抓伤。另外抓取时不能只提兔耳或四肢， 也不能用单手只抓颈背部皮肤。
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五、实验犬
（一）抓取 可用特制的长柄铁钳夹住犬的颈部，由另一人用布带 或粗绳缚其嘴，并将布带、绳固定在狗耳后颈 部，防止脱落 。
注意： 狗性情凶恶、咬人，避免被其咬伤。
在缚嘴时，动作要迅速，捆绑松紧要适中。
杯、酒精、碘酒、棉球。
方法步骤：来自百度文库
(1)注射部位：颈背部、腋下、腹侧和后肢的皮下 (2)常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐 角角度刺入皮下. (3)将针头轻轻向左右
摆动，易摆动则表示已 刺入皮下，再轻轻抽吸， 如无回血，可缓慢地将 药物注入皮下。 注射量：0.01ml—0.03ml／g体重。
2.皮内注射
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小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一． 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
（一） 按采血部位不同可分为： 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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（二）按采血使用的手段不同可分为： 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静（动）脉采血、腹主 动（静）脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 （一）、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开，达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 （二）、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。 （一）用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊 装置收集尿液。 （二）导尿法收集尿液 施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固 定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包 皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。 （
动物实验中的基本技术和方法
第一节实验动物的抓取与固定
抓取与固定是动物实验的一项基本技术， 其目的是使动物保持在安静的状态下，顺利地进行 各项实验。
同种动物不同实验目的、实验内容，抓取与固定 方法也可以不同。
2
2、固定板（器）固定
（1）将小鼠麻醉后，用细绳捆住小鼠四肢。 （2）准备一个15-20cm，边缘钉有5个钉子 的方木板。 （3）将四肢用细绳固定在木版两侧的钉子 上，在上
方法步骤： (1)涂染原则：从左到右、从上到下。 (2)左前肢为l号、左侧腹部2号、
左后肢3号。 (3)两耳后部4号、背中部5号、
后肢背部6号。 (4)右前肢7号、
右侧腹部8号、 右后肢9号。 (5)尾巴根为10号。 （6）额部为20号
2、双色涂染法： 在每组动物不超过100只的情况下
适用。 实验动物：大鼠、小鼠。
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（二）固定
1、徒手固定：用左手的食指和中指放在豚鼠 颈背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用手指 挟住左右前肢抓起，然后反转左手，用右手的拇指 和无名指挟住右后肢，用中指和无名指挟住左后肢， 使鼠体成为一条直线。
2、固定板（器）固定：与大、小鼠，豚鼠固 定板固定基本一致。
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四、兔的抓取保定：
1、尿液收集前一定要禁食，不然对结果的影响很大。 2.尿液收集期间需检查各收集器皿是否有漏，防止损失。
三）输尿管插管采集尿液
一般用于要求精确计量单位时间内实验动物排尿量的实验。剖腹后，将 膀胱牵拉至腹腔外，暴露膀胱底两侧的输尿管。在两侧输尿管近膀胱处 用线分别结扎，于输尿管结扎处上方剪一小口，向肾脏方向分别插入充 满生理盐水的插管，用线结扎固定插管，即可见尿液从插管滴出，可以 收集。采尿过程中要用38℃热生理盐水纱布遮盖切口及膀胱。 （四）压迫膀胱采集尿液
(一) 方法1： 步骤：
1、用右手抓住兔颈部的被毛和皮肤，轻 轻把兔提起。
2、用左手托住兔的臀部。
(二) 方法2：
器材：兔保定架1个。 步骤： 1、打开保定架的上盖，抓取并将兔放进架 内，迅速关上保定架的上盖。 2、右手抓住兔耳朵将头部拉过保定架的卡 栓，将兔的脖子保定。 3、如果兔挣扎，可用手 在它的背上轻轻抚摸， 使其安静。
臀部或大腿外测，回抽无血即可注射。
4.静脉注射给药
（1)大小鼠尾静脉注射
原理：将药液注入小鼠的尾静脉。 器材：1m1注射器1支、生理盐水、烧
杯、金属笼或大小鼠器 、 酒精、碘酒、棉球。
方法步骤：
(1)将大小鼠放在金属笼或小鼠固定器
中，通过金属笼或大小鼠固定器的孔拉
出鼠尾巴。
(2) 用左手捏住鼠尾巴中下部，用75％
颚切 齿处用细绳 固定在木版前方的钉子上。
固定板固定适用于大多数动物手术。 小鼠固定器适用于尾静脉注射。
5
二、大鼠和地鼠 （一）抓取
1、 周龄较小的大鼠和地鼠，可以像小鼠一 样抓住尾部提起。
6
2、周龄较大的大鼠可张开左手虎口，迅速将拇、食 指插入大鼠的腋下，虎口向前，其余三指及掌心握住 大鼠身体中段，并将其保持仰卧位，然后调整左手拇 指的位置，紧抵在下颌骨上即可进行实验操作 。
（三）标牌法 一般挂在动物的颈部、耳朵、脚上或 实验动物：犬、猴
（四）烙印法 （五）剪毛法
裸鼠
第三节 实验动物的给药途径与方法
实验动物的给药方法主要有：注射法和胃肠给药 法两种，此外还有用于皮肤的涂布给药法和用于呼 吸道的吸入给药法。
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在实验过程中，应根据实验目的、动物种类 、药物类型选择给药途径和方法，若是临床前药物 的动物实验，给药方法应与人的给药途径一致。
采血时，应根据动物的种类，检验项目、 方法及需采血量确定采血的部位和方法。
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小鼠各种采血方法的最大采血量
剪尾巴采血：0.1ml/次，可以用温水（50℃） 浸泡几分钟或放恒温箱几分钟，使其尾巴血管 充盈，剪去尾巴1-2mm.
摘眼球采血：0.1-0.6ml/次
心脏采血：0.5-0.6ml/次
断头采血：0.8-1.0ml/次
一. 注射分为： 皮内注射、皮下注射、肌肉注射、腹腔注射、
静脉注射、脑膜下注射、脑内注射、胸腔内注射、 腰椎内注射、关节腔注射和心内注射。
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（二）注射给药 1、皮下注射给药： 原理：将药液注入皮下结缔组织，经 毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。 器材：1m1注射器1支、生理盐水、烧
重。 大鼠1.0-2.0 m1／100g体重
（2）兔耳缘静脉给药
原理：穿刺兔的耳缘静脉 器材：兔保定架、注射器1支、生理盐水、
烧杯、酒精、碘酒、棉球。
方法步骤：
(1) 将兔放在保定架内保定。 (2) 酒精消毒并揉搓血管， 使兔的耳缘静脉充盈。
(3) 用左手食指和中指夹住兔的耳缘静脉 的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指和 小指放在耳郭下作垫。
眼眶静脉丛采血：0.2-0.3ml/次，取内径为1.01.5mm的玻璃毛细管，临用前折断成1-1.5cm 长的毛细管段，浸入1％肝素溶液中，干燥后 用。大鼠、豚鼠、兔均可采用此法。
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表 常用动物的最大安全采血量
动物种类
小鼠 大鼠 豚鼠 家兔 狗 猴
最大安全采血量 （ml） 最小致死采血量（ml）
（4）左前肢为10号、 左侧腹部20号、 左后肢30号， 两耳后部40号、 背部50号、 后肢背部60号， 右前肢70号、 右侧腹部 80号、 右后肢90号 第100号不作染色标记。
（二）穿耳孔法
用专用耳空器在动物耳朵不同部位打一小孔 或缺口表示一定号码的方法，原则是：左耳代表 十位，右耳代表个位。实验动物：兔、犬、猪